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Bonne réponse. Le SDS. Pour effectuer une séparation des protéines selon leur poids moléculaire, il est important que vos protéines soient dénaturées (effet chaotropique) et portent une charge. En effet, après la séparation selon leur pI, vos protéines sont dépourvues de charge nette, il est donc nécessaire de leur en redonner une afin de pouvoir effectuer une nouvelle électrophorèse. Le SDS porte une charge négative et une queue hydrophobe. Environ deux molécules de SDS se lient pour chaque acide aminé de la protéine. Par conséquent, les protéines acquièrent une charge nette négative fournie par les molécules de SDS (attention il y a des exceptions, certaines protéines ne fixent pas du tout le SDS). |
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Mauvaise réponse. L’Urée. Pas génial. L’urée est certes utilisée pour dénaturer les protéines ou les solubiliser (en détruisant les liaisons électrostatiques qui leur donnent leur conformation), mais c’est un agent chaotropique non-ionique. Par conséquent, et contrairement au SDS (qui est un composé ionique), elle n’ajoute pas de charge aux protéines (qui resteront neutres et ne migreront pas). Vers bonne réponse. A titre d’information, l’Urée est également utilisée afin de dénaturer les acides nucléiques (pour analyser le produit d’une réaction de séquençage p.ex), contrairement au SDS. |
Question : pourquoi n’avoir pas rajouté le SDS avant l’isoélectrofocalisation ?
Votre gel polyacrylamide-SDS est donc prêt. Vous le collez contre votre premier gel, perpendiculairement, afin de réaliser la seconde électrophorèse (pour une illustration, retournez au fichier de synthèse). Vous branchez le courant et faites cette fois bien attention à contrôler la durée de votre migration.
Questions : Au fait, vers quel pôle migrent les protéines liées au SDS ? Et durant l’isoélectrofocalisation, de quel côté du gel avez-vous branché le pôle positif ?
Après 45 minutes, votre migration s’est bien passée et maintenant, il vous faut visualiser vos protéines.
Dans cette étape vous allez enfin découvrir le résultat de votre expérience.
Votre séparation des protéines par électrophorèse en deux dimensions ayant été correctement réalisée, vous devez maintenant détecter les protéines afin de pouvoir comparer les protéomes de S. mutans selon les différentes conditions testées (pH acide vs pH neutre et culture planctonique versus biofilm).
Pour cela, devez-vous effectuer une coloration du gel avec du bleu de coomassie (un colorant qui colore toutes les protéines, tout comme le bromure d'éthydium, utilisé durant l'expérience précédente, colorait tous les acides nucléiques) ?
Pour vous aider, souvenez-vous que vous avez effectué un marquage radioactif de vos protéines, mais que vous avez un mélange de protéines marquées et non-marquées.
B. Emery. 21.11.05